小鼠腦立體定位儀是專門為小鼠準備的定位儀，是為敲除基因小鼠實驗和轉基因小鼠實驗設計的。它是一款體積較小和比較經濟的定位設備。

主要配置：包含3軸左手操作臂，小鼠嘴夾和齒桿，雙面耳桿，和一個角夾探頭支架。

小鼠型的腦立體定位儀采用了三大技術來牢固固定小鼠頭部：

1、輕質的聚甲醛樹脂耳棒，前端逐漸變細；

2、特殊設計的下頜夾持器；

3、非植入性橡膠頭；

耳棒的高度可單獨調節，垂直方向的刻度采用了激光雕刻技術，能夠非常新晰的讀出耳棒的高度。

1. 可以同時定位新生鼠和小型嚙齒類動物

2. 底座尺寸：25cmx25cm

3. 兼容氣體麻醉機

4. 耳棒和牙棒的高度調整適合10-75g小鼠

5. Delrin?材料的耳棒，更適合于小鼠實驗操作

6. 三維操作臂可以精確定位

7. 支持雙操作臂工作模式

8. 可選數顯模式

9. 可選全自動模式

10. 精確度標準型100um，數顯型10um

根據需求不同，有多種不同的型號可供選擇：

標準型小鼠腦定位儀  型號：SA-100

便攜式小鼠定位儀  型號：SA-130M

數顯型腦定位儀  型號：SA-150

標準型腦立體定位儀由底座、U型架、轉軸、十字操作臂、耳桿、適配器及夾持器組成。

數字型號的腦立體定位儀，能直觀的顯示出定位儀的三維坐標，并可以按鍵歸零，移動操作臂后，顯示特定位置的新的坐標，通過選配不同動物適配器可用于不同的小動物實驗。

具有以下優勢：

· 標尺易讀數

· 移動平滑

· 三軸調節

· 電生理操作方便

· 配件多樣，可選配各種動物適配器，麻醉罩以及顱鉆  

產品特點

經典設計，精準操控：

○ 十字臂升級為三桿固定，雙側貫通，精準穩固，旋轉采用類轉軸設計，三年免校準，磨損小、定位準

○ 經典U型底座設計，外觀簡潔、精巧，安裝和調節方便、靈活

○ 新增螺旋調節耳桿，微米級位移細調，定位更準確；卸載螺旋旋鈕時則可粗調耳桿

三軸移動，自由旋轉：

○ XYZ三坐標移動范圍0-80mm，讀數精度≤0.1mm，可進行三維空間的準確定位以及角度的旋轉調節

○ 水平方向360°，垂直方向180°旋轉并隨時鎖定任意位置，旋轉支座升級螺釘調節、十字臂垂直度控制在0.15mm以內

○ 升級為數顯型后讀數精度可以達到0.01mm

精良工藝，保駕護航：

○ 進口設備加工，特殊表面處理工藝，耐腐蝕，可長期保持良好的清潔度，不同溫度下操作仍可保持良好的精確性與靈活性

○ 操作臂防跌落設計，防止操作失誤對儀器造成損壞

○ 特殊工藝處理的刻度部件，可消除讀數產生的疲勞感

○ 預留雙操作位，支持雙操作臂工作模式，方便同時進行多種實驗，可升級空間大

多選擇，高適配：

○ 可選配不同動物適配器大鼠、小鼠及幼大鼠等

○ 適配器鼻固定處采用曲線設計，頭部固定緊密可靠

○ 可配套微量注射泵、顯微攝像裝置、顱鉆、氣體麻醉機使用

應用領域

神經環路研究：將病毒載體注射至特定腦區，研究神經回路如何調控行為、記憶、情緒等功能

疾病模型建立：將誘導藥物、腫瘤細胞等注射至特定腦區，構建帕金森氏病、癲癇、腦內腫瘤等疾病模型

神經元記錄和電生理實驗：利用腦立體定位儀精準定位植入電極，記錄該腦區的神經元活動

光遺傳學研究：利用腦立體定位儀精確植入光纖到特定腦區，然后通過光刺激來激活或抑制特定神經元

產品特點：

· 操作靈活、簡便，標配大鼠適配器；

· 腦立體定位儀標尺是由激光雕刻，清晰易讀，精確度為0.1mm；

· 腦立體定位儀操作臂移動范圍（上下，左右，前后）：三方向移動距離80mm；

· 垂直方向可90度轉動，并隨時鎖定位置；

· 擴充能力很強，可增加操作臂，增加注射裝置及顱鉆等；

· 可以根據需要增加不同的固定器，用于多種動物；

小動物腦立體定位儀部分參考文獻：

1. Albéri, L., Lintas, A., Kretz, R., Schwaller, B., & Villa, A. E. (2013). The calcium-binding protein parvalbumin modulates the firing 1 properties of the reticular thalamic nucleus bursting neurons. Journal of neurophysiology, 109(11), 2827-2841.
2. Sonati, T., Reimann, R. R., Falsig, J., Baral, P. K., O’Connor, T., Hornemann, S., Aguzzi, A. (2013). The toxicity of antiprion antibodies is mediated by the flexible tail of the prion protein. Nature, 501(7465), 102-106.
3. Ali, I., O’Brien, P., Kumar, G., Zheng, T., Jones, N. C., Pinault, D., O’Brien, T. J. (2013). Enduring Effects of Early Life Stress on Firing Patterns of Hippocampal and Thalamocortical Neurons in Rats: Implications for Limbic Epilepsy. PLOS ONE, 8(6), e66962.
4. Bell, L. A., Bell, K. A., & McQuiston, A. R. (2013). Synaptic Muscarinic Response Types in Hippocampal CA1 Interneurons Depend on Different Levels of Presynaptic Activity and Different Muscarinic Receptor Subtypes. Neuropharmacology.
5. Bolzoni, F., B?czyk, M., & Jankowska, E. (2013). Subcortical effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) in the rat. The Journal of Physiology.
6. Bolzoni, F., B?czyk, M., & Jankowska, E. (2013). Subcortical effects of transcranial direct current stimulation (tDCS) in the rat. The Journal of Physiology.
7. Babaei, P., Tehrani, B. S., & Alizadeh, A. (2013). Effect of BDNF and adipose derived stem cells transplantation on cognitive deficit in Alzheimer model of rats. Journal of Behavioral and Brain Science, 3, 156-161.
8. Gilmartin, M. R., Miyawaki, H., Helmstetter, F. J., & Diba, K. (2013). Prefrontal Activity Links Nonoverlapping Events in Memory. The Journal of Neuroscience, 33(26), 10910-10914.
9. Feng, L., Sametsky, E. A., Gusev, A. G., & Uteshev, V. V. (2012). Responsiveness to nicotine of neurons of the caudal nucleus of the solitary tract correlates with the neuronal projection target. Journal of Neurophysiology, 108(7), 1884-1894.
10. Clarner, T., Diederichs, F., Berger, K., Denecke, B., Gan, L., Van der Valk, P., Kipp, M. (2012). Myelin debris regulates inflammatory responses in an experimental demyelination animal model and multiple sclerosis lesions. Glia, 60(10), 1468-1480.
11. Girardet, C., Bonnet, M. S., Jdir, R., Sadoud, M., Thirion, S., Tardivel, C., Troadec, J. D. (2011). Central inflammation and sickness-like behavior induced by the food contaminant deoxynivalenol: A PGE2-independent mechanism.Toxicological Sciences, 124(1), 179-191.
12. Hru?ka-Plocháň, M., Juhas, S., Juhasova, J., Galik, J., Miyanohara, A., Marsala, M., Motlik, J. (2010). A27 Expression of the human mutant huntingtin in minipig striatum induced formation of EM48+ inclusions in the neuronal nuclei, cytoplasm and processes. Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry, 81(Suppl 1), A9-A9.
13. Brooks, S., Jones, L., & Dunnett, S. B. (2010). A29 Frontostriatal pathology in the (C57BL/6J) YAC128 mouse uncovered by the operant delayed alternation task. Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry, 81(Suppl 1), A9-A10.
14. Yu, L., Metzger, S., Clemens, L. E., Ehrismann, J., Ott, T., Gu, X., Nguyen, H. P. (2010). A28 Accumulation and aggregation of human mutant huntingtin and neuron atrophy in BAC-HD transgenic rat. Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry, 81(Suppl 1), A9-A9.
15. Baxa, M., Juhas, S., Pavlok, A., Vodicka, P., Juhasova, J., Hru?ka-Plocháň, M., Motlik, J. (2010). A26 Transgenic miniature pig as an animal model for Huntington’s disease. Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry, 81(Suppl 1), A8-A9.